SciMingo helpt onderzoekers het juiste evenwicht te vinden tussen complexiteit en begrijpelijkheid in wetenschapscommunicatie. Zo leren we je hoe je mensen aanspreekt zonder afbreuk te doen aan je onderzoek. Als volleerde flamingo's, meesters in evenwicht 🦩
De ziekenhuisbacterie ‘gehackt’
Tom
Dendooven
De ziekenhuisbacterie ‘gehackt’
De ‘ziekenhuisbacterie’ is zeer gekend in de westerse wereld. Op 27 april 2016, bijvoorbeeld, werd in de Verenigde Staten bij een vrouwelijke patiënt voor de eerste keer een volledig onbehandelbare infectie door de ziekenhuisbacterie vastgesteld. In september 2016 maakten wetenschappers bekend dat tegen 2050 jaarlijks evenveel mensen zullen sterven aan deze bacterie als aan kanker. Maar wat is de ziekenhuisbacterie nu juist? Waarom is ze zo schadelijk en zo moeilijk te bestrijden met de huidige antibiotica? In de masterthesis van Tom Dendooven wordt een nieuwe, alternatieve strategie bestudeerd: hoe kunnen we de ziekenhuisbacterie in de letterlijke betekenis van het woord ‘hacken’?
Antibiotica: een historische ontdekking
In 1928 ontdekte de Britse arts en microbioloog Alexander Fleming per ongeluk het eerste antibioticum, penicilline. Een antibioticum is per definitie een natuurlijke of synthetische stof die bacteriën doodt of hun groei sterk vertraagt, wat verklaart waarom ze veelvuldig voorgeschreven worden bij bacteriële infecties. Deze ontdekking riep de start in van ‘the antibiotic era’, waarbij vele antibiotica ontwikkeld werden tegen schadelijke bacterïen. Rond 1960 waren onderzoekers ervan overtuigd dat het tot dan toe ontwikkelde arsenaal aan antibiotica zou volstaan voor het bestrijden alle bacteriën. Het onderzoek naar nieuwe antibiotica werd dus stop gezet en de periode tussen 1960 en 2000 werd gedoopt tot ‘the innovation gap’. Artsen begonnen massaal antibiotica voor te schrijven, niet enkel wanneer een infectie vastgesteld werd, maar ook preventief. Daarnaast werden antibiotica ook veelvuldig in de veesector gebruikt om nefaste infecties te vermijden maar ook om de dieren sneller te laten groeien.
Antibiotica achterhaald
Met eén cruciale factor werd echter onvoldoende rekening gehouden: evolutie. Net zoals elk levend wezen op aarde zijn bacteriën, en dus ook de schadelijke, onderhevig aan evolutie. Bacteriën passen zich aan hun omgeving aan en evolueren onder specifieke vormen van stress. De aanwezigheid van antibiotica in de omgeving zorgt voor een specifieke stress waardoor de bacteriën, in al hun diversiteit, selecteren voor inventieve resistentiemechanismen, die zich verspreiden in de bacteriële populatie. Op die manier kunnen deze bacteriën antibiotica die tegen hen gebruikt worden ontwijken of onschadelijk maken. Jammer genoeg zijn het juist die bacteriën die het meest in contact komen met antibiotica die de meeste en sterkste resistentiemechanismen ontwikkelen. Door de grote hoeveelheid verzwakte personen en veelvuldig gebruik van antibiotica vormen ziekenhuizen, ondanks de quarantainezones en hygiënische maatregelen, een “evolutionair oorlogsgebied” waarin deze resistente bacteriën de kop opsteken.
Eén van de gevaarlijkste ziekenhuisbacteriën is Pseudomonas aeruginosa. Infecties door deze bacterie zijn niet alleen dodelijk, ze zijn ook vaak moeilijk te behandelen door zijn verworven resistentie tegen tal van antibiotica. Het gebeurt steeds vaker dat dokters patiënten met een dergelijke infectie simpelweg niet naar behoren kunnen behandelen, met fatale gevolgen. Vooral patiënten met zware brandwonden of met een verzwakt immuunsysteem, zoals mensen met aids of de taaislijmziekte (Mucovisidose), zijn gevoelig aan P. aeruginosa infecties. Maar ook mensen met een intact immuunsysteem kunnen P .aeruginosa infecties oplopen. ‘The innovation gap’ en het ongelimiteerd voorschrijven van antibiotica tijdens de laatste 50 jaar hebben mede bijgedragen tot het ontstaan van “superbacteria” die gewoonweg niet klein te krijgen zijn met wat we vandaag de dag in ons arsenaal hebben.
Virussen ‘to the rescue’!
Wil dit nu zeggen dat het te laat is, dat we nooit in staat zullen zijn om deze bacteriën te verslaan? Neen, gelukkig niet! Tijdens de tweede oorlog gebruikten Russische artsen een controversieel ‘wondermiddel’ om brand- en schotwonden te desinfecteren (zodat de wonden dus niet ontsteken). Het wondermiddel was niets minder dan een klein virus (zie Fig. 1), een bacteriofaag (= ‘bacterie-eter’), dat in staat is bacteriële cellen (een bacterie is immers één enkele kleine cel) af te doden. Nu dat antibiotica niet meer in staat zijn om superbacteriën, zoals P. aeruginosa, te bestrijden, is er meer en meer interesse in deze virussen/bacteriofagen. Ik hoor u al denken: ‘Maar virussen zijn toch schadelijk voor de mens?’. Dat is inderdaad vaak zo, denk maar aan aids en gele koorts, of zelfs de griep en een simpele verkoudheid. Het grootste voordeel van deze bacteriofagen is echter dat ze menselijke cellen niet herkennen, en dus geen schade kunnen toebrengen aan de mens. Waar ze wel heel goed in zijn is het binnendringen, overnemen en vernietigen van bacteriën, met andere woorden het ‘hacken’ van bacteriën. Bacteriofagen leven al miljoenen jaren op deze planeet en net zo lang vindt er een intensieve wapenwedloop plaats tussen bacteriofagen en bacteriën. Telkens een bacterie een aanvalsstrategie van de bacteriofaag wist te omzeilen, paste het virus zijn aanvalsstrategie aan om de bacterie alsnog te kunnen doden. Deze bacteriofagen omzeilen dus de bacteriële evolutie naar resistentie door zelf te evolueren. Aangezien deze wisselwerking tussen virussen en bacteriën al miljoenen jaren aan de gang is, zijn bacteriofagen eigenlijk geëvolueerd tot uiterst efficiënte ‘killer machines’. Daarom is er vanuit wetenschappelijk oogpunt een enorme interesse in de strategieën die bacteriofagen ontwikkeld hebben om bacteriën te ‘hacken’. Kort samengevat: ‘de vijand van onze vijand is onze vriend’.
Fig. 1: Algemene opbouw en uitzicht van de P. aeruginosa-specifieke bacteriofaag phiKZ (getekend door Mikolaj Wlodarczyk).
Zo werd in deze dissertatie zowel structureel (hoe zien de bacteriofaag wapens er uit?, zie Fig. 2A) als functioneel (hoe werken ze?, zie Fig. 2B) onderzoek gedaan naar een volledig nieuwe en unieke bacteriofaag strategie om bacteriën aan te vallen. Deze studie leerde dat het zogenaamde RNA degradosoom, een vitale moleculaire machine in de bacteriële cel wordt ‘gehackt’ door een bacteriofaag gecodeerd eiwit. De natuurlijke afbraak van RNA, een vorm van de genetische code, wordt hierdoor geblokkeerd, waardoor de bacterie sterft (zie Fig. 2B). Dit is te vergelijken met een zwaar computervirus dat het besturingssysteem van een computer aanvalt en stillegt. Naast de farmaceutische doeleinden kan dit onderzoek ook leiden tot specifieke biotechnologische toepassingen. De verworven inzichten leidden reeds tot bijdragen in de gerenommeerde wetenschappelijke tijdschriften ‘eLife’ en ‘RNA biology’ [1-2]. Deze studie toont nogmaals aan dat we in onze soms naïve strijd tegen superbacteriën heel wat kunnen leren van de ervaren bacteriële virussen, die overigens al miljoenen jaren oorlog voeren met bacteriën.
![Fig. 2: ‘Hacking in actie’: het bacteriofaag eiwit vormt een klauwvormige, symmetrische structuur (A) en blokkeert zijn doelwit (het RNA degradosoom) in de bacteriële cel (B). [2]](/sites/default/files/scriptie-migrate/thesis/600/6c20f3be-6396-43f3-8a98-4beebf56f27e.png)
Fig. 2: ‘Hacking in actie’: het bacteriofaag eiwit vormt een klauwvormige, symmetrische structuur (A) en blokkeert zijn doelwit (het RNA degradosoom) in de bacteriële cel (B). [2]
[1] Van den Bossche, A., Hardwick, S., Ceyssens, P-J., Hendrix, H., Bandyra, K., Dendooven, T., Voet, M., Aertsen, A., Noben, J-P, Luisi, B., Lavigne, R Structural elucidation of a novel mechanism for the bacteriophage-based inhibition of the RNA degradosome (2016). eLIFE, 5 e16413.
[2] Dendooven, T., Van den Bossche, A., Hendrix, H., Ceyssens, P-J., Bandyra, K., Voet, M., Aertsen, A., Noben, J-P, Hardwick, S., Luisi, B., Lavigne, R. Viral interference of the bacterial RNA metabolism machinery (ingediend ter publicatie). RNA Biology.
Het onderzoek verricht in dit eindwerk steunt op een samenwerking tussen het Laboratorium voor Gentechnologie (KULeuven) en het Laboratorium voor Structurele Biologie (University of Cambridge).
Bibliografie
Ackermann HW & Krisch HM (1997) A catalogue of T4-type bacteriophages. Arch. Virol. 142: 2329-45
Atanasiu C, Bryon O, McMiken H, Sturrock SS & Dryden DTF (2001) Characterisation of the structure of ocr, the gene 0.3 protein of bacteriophage T7. Nucleic acids Res. 29: 3059-68
Balasubramanian D, Schneper L, Kumari H & Mathee K (2013) A dynamic and intricate regulatory network determines Pseudomonas aeruginosa virulence. Nucleic Acids Res. 41: 1-20
Bandyra KJ, Bouvier M, Carpousis AJ & Luisi BF (2013) The social fabric of the RNA degradosome. Biochim. Biophys. Acta 1829: 514-22
Baños-Sanz JI, MojardÍn L, Sanz-Aparicio J, Lázaro JM, Villar L, Serrano-Heras G, González B & Salas M (2013) Crystal structure and functional insights into uracil-DNA glycosylase inhibition by phage phi29 DNA mimic protein p56. Nucleic Acids Res.41: 6761-6773
Bassetti M, Merelli M, Temperoni C & Astilaen A(2013) New antibiotics for bad bugs: where are we? Ann. Clin. Microbiol. Antimicrob. 12: 22
Battye TGG, Kontogiannis L, Johnson O, Powell HR and Leslie AGW (2011).IMosflm: a new graphical interface for diffraction-image processing with MOSFLM. Acta Cryst.67: 271-81
Ben Haj Khalifa A, Moissenet D, Thien HV, Khedher M (2011) Les facteurs de virulence de Pseudomonas aeruginosa: Mécanismes et modes de régulations. Ann Biol. Clin. 69: 393-403
Bernstein JA, Lin PH, Cohen SN & Lin-Chao S (2004) Global analysis of Escherichia coli RNA degradosome function using DNA microarrays. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.101: 11109-11114
Breidenstein EBM, de la Fuente-Nùñez C & Hancock REW (2011) Pseudomonas aeruginosa: all roads lead to resistance. Trends Microbiol. 19: 419-26
Brooun A, Liu S & Lewis K (2000) A dose-response study of antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa biofilms. Antimicrob. Agents Chemother. 44: 640-6
Brüssow H (2012) What is needed for phage therapy to become a reality in Western medicine? Virology 2: 138-42
Callaghan AJ, Marcaida MJ, Stead JA, McDowall KJ, Scott WG & Luisi BF (2005) Structure of Escherichia coli RNase E catalytic domain and implications for RNA turnover. Nature 437: 1187-91
Callaghan AJ, Aurikko JP, Ilag LL, Günter Grossman J, Chandran V, Kühnel K, Poljak L, Carpousis AJ, Robinson CV, Symmons MF & Luisi BF (2004) Studies of the RNA degradosome organizing domain of the Escherichia coli ribonuclease RNase E. J. Mol. Biol. 340: 965-79
Carpousis AJ (2002) The Escherichia coli RNA degradosome: structure, function and relationship in other ribonucleolytic multienzyme complexes. Biochem. Soc. Trans. 30: 150-155
Carpousis AJ (2007) The RNA degradosome of Escherichia coli: an mRNA degrading machine assembled on RNase E. Annu. Rev. Microbiol. 61: 71-87
Ceyssens P-J, Glonti T, Kropinski NM, Lavigne R, Chanishvili N, Kulakov L, Lashkhi N, Tediashvili M & Merabishvili M (2011) Phenotypic and genotypic variations within a single bacteriophage species. Virol. J. 8: 134
Ceyssens P-J, Hertveldt K, Ackermann H-W, Noben J-P, Demeke M, Volckaert G & Lavigne R (2008a) The intron containing genome of the lytic Pseudomonas phage LUZ24 resembles the temperate phage PaP3. Virology 377: 233-8
Ceyssens P-J, Mesyanzhinov V, Sykilinda N, Briers Y, Roucourt B, Lavigne R, Robben J, Domashin A, Miroshnikov K, Volckaert G & Hertveldt K (2008b) The genome and structural proteome of YuA, a new Pseudomonas aeruginosa phage, resembling M6. J. Bacteriol. 190: 1429-35
Ceyssens P-J, Minakhin L, Van den Bossche A, Yakunina M, Klimuk E, Blasdel B, De Smet J, Noben J-P, Severinov K & Lavigne R (2014) Development of giant bacteriophage phiKZ is independent of the host transcription apparatus. J. Virol. 88: 10501-10
Chandran V, Poljak L, Vanzo NF, Leroy A, Miguel RN, Fernandez-Recio J, Parkinson J, Burns C, Carpousis AJ & Luisi BF (2007) Recognition and cooperation between the ATP-dependant RNA helicase RhIB and ribonuclease RNase E. J. Mol. Biol. 367: 113-32
Chen YT, Chang HY, Lu CL & Peng H-L (2004) Evolutionary analysis of the two component systems in Pseudomonas aeruginosa PAO1. J. Mol. Evol. 59: 725-37
Choi KH, Kumar A & Schweizer HP (2006) A 10-min method for preparation of highly electrocompetent Pseudomonas aeruginosa cells: application for DNA fragment transfer between chromosomes and plasmid transformation. J. Microb. Meth. 64: 391-7
Clokie MRJ, Millard AD, Letarov A V & heaphy S (2011) Phages in nature. Bacteriophage 1: 31-45
Coleman FT, Mueschenborn S, Meluleni G, Ray C, Carey VJ, Vargas SO, Cannon CL, Ausubel FM & Pier GB (2003) Hypersusceptibility of cystic fibrosis mice to chronic Pseudomonas aeruginosa oropharyngeal colonization and lung infection. Proc. Natl Acad. Sci. U. S. A. 100: 1949-1954
Cordin O, Banroques J, Tanner NK & Linder P (2006) The DEAD-box protein family of RNA helicases. Gene 367: 17-37
Cornelissen A, Hardies SC, Shaburova O V, Krylov VN, Mattheus W, Kropinski AM & Lavigne R (2012) Complete genome squenc of the giant virus OBP and comparative genome analysis of the diverse phiKZ-related phages. J. Virol. 86: 1844-52
Court R, Cook N, Saikrishnan K & Wigley D (2007) The crystal structure of λ-Gam protein suggests a model for RecBCD inhibition. J. Mol. Biol.371: 25-33
Courvalin P (2008) predictable and unpredictable evolution of antibiotic resistance. J. Intern.Med. 264: 4-16
De Lay N, Schu DJ & Gottesman S (2013) Bacterial small RNA-based negative regulation: Hfq and its accomplices. J. Biol. Chem. 288: 7996-8003
Deana A, Celesnik H & Belasco JG (2008) The bacterial enzyme RppH triggers messenger RNA degradation by 5’ pyrophosphate removal. Nature 451: 355-8
De Smet J (2011) Search for the unknown: Proteome analysis of bacteriophage-infected Pseudomonas aeruginosa cells. Master thesis
Deutscher PM (2003) Degradation of stable RNA in Bacteria. Journ. Biol. Chem. 278: 45041-44
Diggle SP, Matthijs S, Wright VJ, Fletcher MP, Chhabra SR, Lamont IL, Kong X, Hider RC, Cornelis P, Camara M et al. (2007) The Pseudomonas aeruginosa 4-quinolone signal molecules HHQ and PQS play multifunctional roles in quorum sensing and iron entrapment. Chem. Biol. 14: 87-96
Drenkard E (2003) Antimicrobial resistance of Pseudomonas aeruginosa biofilms. Microbes Infect.5: 1213-19
Dressaire C, Picard F, Redon E, Loubière P, Queinnec I, Girbal L & Cocaign-Bousquet M (2013) Role of mRNA stability during bacterial adaptation. PLoS One 8: e59059
Driscoll JA, Brody SL & Kollef MH (2007) The epidemiology, pathogenesis and treatment of Pseudomonas aeruginosa infections. Drugs 67: 351-68
Eidem TM, Roux CM & Dunman PM (2012) RNA decay: a novel therapeutic target in bacteria. Wiley Interdicip. Rev. RNA. 3: 443-454
Emsley P & Lohkamp B (2010) Features and development of coot. Acta Crystallogr. Sect. D, Biol. Crystallogr. 66: 486-501
Endersen L, O’Mahony J, Hill C, Ross RP, McAuliffe O, Coffey A (2014) Phage therapy in the food industry. Annu. Rev. Food Sci. Technol. 5: 327-49
Engel LS, Hill JM, Moreau JM, Green LC, Hobden JA & O’Callaghan RJ (1998) Pseudomonas aeruginosa protease IV produces corneal damage and contributes to bacterial virulence. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 39: 662-5
Evans PR & Mushudov GN (2013) How good are my data and what is the resolution? Acta Cryst. 69: 1204-14
Feigin LA & Svergun DI (1987) Structure analysis by small-angle X-ray and neutron scattering. D.I. Plenum Press, New York. 335p.
Flemming HC & Wingender J (2010) The biofilm matrix. Nat. Rev. Microbiol. 8: 623-33
Fokine A, Battisti AJ, Bowman VD, Efimov AV, Kurochkina LP, Chipman PR, Mesyanzhinov VV, Rossmann MG (2007) Cryo-EM study of the pseudomonas Bacteriophage phiKZ. Structure 15: 1099-1104
Franke D & Svergun DI (2009) DAMMIF, a program for rapid ab-initio shape determination in small-angle scattering. J. Appl. Cryst. 42: 342-6
Gallet R, Lenormand T & Wang I-N (2012) Phenotypic stochasticity protects lytic bacteriophage populations from extinction during the bacterial stationary phase. Evolution 66: 3485-94.
Galperin MY (2006) Structural classification of bacterial response regulators: diversity of output domains and domain combinations. J Bacteriol 188: 4169–4182.
Gao J, Lee K, Zhao M, Qiu J, Zhan X, Saxena A, Moore CJ, Cohen SN & Georgiou G (2006) Differential modulation of E. coli mRNA abundance by inhibitory proteins that alter the composition of the degradosome. Mol. Microbiol. 61: 394-406
Garrey SM, Blech M, Riffell JL, Hankins JS, Stickney LM, Diver M, Hsu Y-HR, Kunanithy V & Mackie GA (2009) Substrate binding and active site residues in RNases E and G: role of the 5’ sensor. J. Biol. Chem. 284: 31834-50
Gellatly SL, Hancock REW (2013) Pseudomonas aeruginosa: new insights into pathogenesis and host defenses. FEMS Pathogens and Disease 67: 159-173
Gooderham WJ & Hancock REW (2009) Regulation of virulence and antibiotic resistance by two‑component regulatory systems in Pseudomonas aeruginosa. FEMS Microbial. Rev. 33: 279-94
Górna MW, Carpousis AJ & Luisi BF (2012) From conformational chaos to robust regulation: the structure and function of the multi-enzyme RNA degradosome. Q. Rev. Biophys. 45: 105-45
Górna MW, Pietras Z, Tsai Y-C, Callaghan AJ, Hernández H, Robinson C V & Luisi BF (2010) The regulatory protein RraA modulates RNA-binding and helicase activities of the E. coli RNA degradosome. RNA 16: 553-62
Grant BJ, Rodrigues APC, ELSawy KM, McCammon JA & Caves LSD (2006) Bio3d: an R package for the comparative analysis of protein structures. Bioinformatics 22: 2695-96
Hanahan D (1983) Studies on transformation of Escherichia coli with plasmids. J. Mol. Biol. 166: 557-80
Hardwick S & Luisi B (2012) Rarely at rest: RNA helicases and their busy contributions to RNA degradation, regulation and quality control. RNA Biol. 10: 56-70
Hauser AR (2010) The type III secretion system of Pseudomonas aeruginosa: Infection by injection. Nat. Rev.7: 654-665
Hendrix RW (2002) Bacteriophages: Evolution of the Majority. Theor. Popul. Biol. 61: 471-480
Hertveldt K, Lavigne R, Pleteneva E, Sernova N, Kurochkina L, Korchevskii R, Robben J, Mesyanzhinov V, Krylov VN & Volckaert G (2005) Genome comparison of Pseudomonas aeruginosa large phages. J. Mol. Biol. 354: 536-545
Hood RD, Singh P, Hsu F, Güvener T, Carl MA, Trinidad RRS, Silverman JM, Ohlson BB, Hicks KG, Plemel RL, Li M, Schwarz S, Wang WY, Merz AJ, Goodlett DR & Mougous JD (2010) A type VI secretion system of Pseudomonas aeruginosa targets a toxin to bacteria. Cell Host Microbe 7: 25-37
Horn MP, Zuercher AW, Imboden MA, Rudolf MP, Lazar H, Wu H, Hoiby N, Fas SC & Lang AB (2010) Preclinical in vitro and in vivo characterization of the fully human monoclonal IgM antibody KBPA101 specific for Pseudomonas aeruginosa serotype IATS-O11. Antimicrob. Agents Chemother. 54: 2338-44
Huang B (2009) MetaPocket: a meta approach to improve protein ligand binding site prediction. OMICS 13: 325-30
Ikeda Y, Yagi M, Morita T & Aiba H (2011) Hfq binding at RhIB-recognition region of RNase E is crucial for the rapid degradation of target mRNAs mediated by sRNAs in Escherichia coli. Mol. Microbial. 79: 419-32
Iost I, Guillerez J & Dreyfus M (1992) Bacteriophage T7 RNA polymerase travels far ahead of ribosomes in vivo. J. Bacteriol. 174: 619-622
Jacques DA & Trewhella J (2010) Small-angle scattering for structural biology- Expanding the frontier while avoiding the pitfalls. Protein science: A Publication of the Protein Society.19: 642-57
Jakobsen TH, van Gennip M, Phipps RK, Shanmugham MS, Christensen LD, Alhede M, Skindersoe ME, Rasmussen TB, Friedrich K, Uthe F, Jensen PØ, Moser C, Nielsen KF, Eberl L, Larsen TO, Tanner D, Høiby N, Bjarnsholt T & Givskov M (2012) Ajoene, a sulfur-rich molecule from garlic, inhibits genes controlled by quorum sensing. Antimicrob. Agents Chemother. 56: 2314- 25
Kaberdin V & Bläsi U (2013) Bacterial helicases in post-transcriptional control. Biochim. Biophys. Acta 1829: 878-83
Kaberdin VR (2003) Probing the substrate specificity of Escherichia coli RNase E using a novel oligonucleotide based assay. Nucleic acids Res. 31: 4710-4716
Kenna DT, Doherty CJ, Foweraker J, Macaskill L, Barcus VA, Govan JRW (2007) Hypermutability in environmental Pseudomonas aeruginosa and in populations causing pulmonary infection in individuals with cystic fibrosis. Microbiol. 153: 1852-59
Khemici V & Carpousis AJ (2003) The RNA degradosome and poly(A) polymerase of Escherichia coli are required in vivo for the degradation of small mRNA decay intermediates containing REP-stabilizers. Mol. Microbiol. 51: 777-90
Khemici V, Poljak L, Luisi BF & Carpousis AJ (2008) The RNase E of Escherichia coli is a membrane‑binding protein. Mol Microbiol. 70: 799-813
Kime L, Vincent HA, Gendoo DMA, Jourdan SS,Fishwick CWG, Callaghan AJ & McDowall KJ (2015) The first small-molecule inhibitors of members of the ribonuclease E family. Scient. Rep. 5: 8028
Konarev PV, Petoukhov MV, Volkov VV & Svergun DI (2006) ATSAS 2.1, a program package for small-angle scattering analysis. J. Appl. Cryst. 39: 277-86
Konarev PV, Volkov VV, Sokolova AV, Koch MHJ & Svergun DI (2003). PRIMUS - a Windows-PC based system for small-angle scattering data analysis. J Appl Cryst. 36: 1277-82
Koskella B & Brockhurst MA (2014) Bacteria-phage coevolution as a driver of ecological and evolutionary processes in microbial communities. FEMS Microbiol. Rev. 38: 916-31
Kovalyova I V & Kropinski AM (2003) The complete genomic sequence of lytic bacteriophage gh-1 infecting Pseudomonas putida-evidence for close relationship to the T7 group. Virology 311: 305-315
Kropinski AM (2000) Sequence of the genome of the temperate serotype-converting Pseudomonas aeruginosa bacteriophage D3. J. Bacteriol. 182: 6066-74
Krylov V, Smirnova T, Minenkova I, Plotnikova T, Zhazikov I & Khrenova E (1984) Pseudomonas bacteriophage contains an inner body in its capsid. Can. J. Microbiol. 30: 758-62
Krylov VN, Dela Cruz DM, Hertveldt K & Ackermann H-W (2007) “phiKZ-like viruses”, a proposed new genus of myovirus bacteriophages. Arch. Virol. 152: 1955-9
Kühnel & Luisi BF (2001) Crystal structure of the Escherichia coli RNA degradosome component enolase. J. Mol. Biol.313: 583-92
Laarman AJ, Bardoel BW, Ruyken M, Fernie J, Milder FJ, van Strijp J a G & Rooijakkers SHM (2012) Pseudomonas aeruginosa alkaline protease blocks complement activation via the classical and lectin pathways. J. Immunol. 188: 386-93
Laue B, Shah B, Ridgeway T & Pelletier S (1992) Computer aided interpretation of analytical sedimentation data for proteins. In Ultracentrifugation in Biochemistry and Polymer Science, Harding, R.S.E., and J.C. Horton, eds. pp. 90-125
Leroy A, Vanzo NF, Souza S, Dreyfus M & Carpousis AJ (2002) Function in Escherichia coli of the non-catalytic part of RNase E: Role in the degradation of ribosome free mRNA. Mol Microbiol. 45: 1231-43
Li Y, Petrova OE, Su S, Lau GW, Panmanee W, Na R, Hassett DJ, Davies DG & Karin Sauer (2014) BdlA, DipA and induced dispersion contribute to acute virulence and chronic persistence of Pseudomonas aeruginosa. PLOS Pathogens 10 (6): e1004168
Lindahl T, Ljungquist S, Siegert W, Nyberg B & Sperens B (1997) DNA N-glycosidases: properties of uracil-DNA glycosidase from Escherichia coli. J. Biol. Chem., 252: 3286-94
Linder P & Jankowsky E (2011) From unwinding to clamping – the DEAD bos RNA helicase family. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 12: 505-16
Macfarlane EL, Kwasnicka A & Hancock RE (2000) Role of Pseudomonas aeruginosa PhoP-PhoQ in resistance to antimicrobial cationic peptides and aminoglycosides. Microbiology 146: 2543- 2554
Mackie GA (2013) RNase E: at the interface of bacterial RNA processing and decay. Nat. Rev. Microbiol. 11: 45-57
Mäivali Ü, Paier A & Tenson T (2013) When stable RNA becomes unstable: the degradation of ribosomes in bacteria and beyond. Biol. Chem. 394: 845-55
Majorek KA, Dunin-Horkawicz S, Steczkiewicz K, Muszewska A, Nowotny M, Ginalski K & Bujnicki JM (2014) The RNase H-like superfamiliy: new members, comparative structural analysis and evolutionary classification. Nucleic Acids Res. 42: 4160-79
Malaby AW, Chakravarthy S, Irving TC, Kathuria SV, Bilsel O & Lambright DG (2015) Methods for analysis of size-exclusion chromatography-small-angle X-ray scattering and reconstruction of protein scattering. J. Appl. Cryst.48: 1102-13
Maniloff J & Ackermann H-W (1998) Taxonomy of bacterial viruses: establishment of tailed virus genera and the order Caudovirales. Archives of virology 143: 2051-2063
Marchand I, Nicholson AW & Dreyfus M (2008) Bacteriophage T7 protein kinase phosphorylates RNase E and stabilizes mRNAs synthesized by T7 RNA polymerase. Mol. Microb. 42: 767-76
Marcaida MJ, DePristo MA, Chandran V, Carpousis AJ & Luisi BF (2006) The RNA degradosome: life in the fast lane of adaptive molecular evolution. Trends Biochem. Sci. 31: 359-65
Mathee K, Narasimhan G, Valdes C, Qiu X, Matewish JM, Koehrsen M, Rokas A, Yandava CN, Engels R, Zeng E, Olavarietta R, Doud M, Smith RS, Montgomery P, White JR, Godfrey PA, Kodira C, Birren B, Galagan JE & Lory S (2008) Dynamics of Pseudomonas aeruginosa genome evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 105: 3100-5
Maxwell KL (2016) Phages fight back: inactivation of the CRISPR-Cas bacterial immune system by Anti-CRISPR proteins. PLOS Pathog.12: e1005282
McCoy AJ, Grosse-Kunstleve RW, Adams PD, Winn MD, Storoni LC & Read RJ (2007) Phaser crystallographic software. J. Appl. Cryst. 40: 658-74
McPhee JB, Bains M, Winsor G, Lewenza S, Kwasnicka A., Brazas MD, Brinkman FS & Hancock RE (2006) Contribution of the PhoP-PhoQ and PmrA-PmrB two component regulatory systems to Mg2+ -induced gene regulation in Pseudomonas aeruginosa. J. Bacteriol 188: 3995-4006
Mesyanzhinov VV, Robben J, Grymonprez B, Kostyuchenko VA, Bourkaltseva MV, Sykilinda NN, Krylov VN & Volckaert G (2002) The genome of Bacteriophage phiKZ of Pseudomonas aeruginosa. J. Mol. Biol.317: 1-19
Miao EA, Andersen-Nissen E, Warren SE & aderem A (2007) TLR5 and Ipaf: dual sensors of bacterial flagellin in the innate immune system. Semin. Immunopathol. 29: 275-288
Morita T, Kawamoto H, Mizota T, Inada T & Aiba H (2004) Enolase in the RNA degradosome plays a crucial role in the rapid decay of glucose transporter mRNA in the response to phosphosugar stress in Escherichia coli. Mol. Microbiol. 54: 1063-75
Murshudov G, Vagin A & Dodson E (1997) Refinement of macromolecular structures by the maximum likelihood method. Acta Crystallogr. Sect. D, Biol. Crystallogr. 53: 240-255
Oliver A, Baquero F & Blázquez J (2002) The mismatch repair system (mutS, mutL, and uvrD genes) in Pseudomonas aeruginosa: molecular characterization of naturally occurring mutants. Mol. Microbiol. 43: 1641-50
Olsen I (2015) Biofilm-specific antibiotic tolerance and resistance. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 34: 877-86
Ow MC, Kushner SR (2002) Initiation of tRNA maturation by RNase E is essential for cell viability in E. coli. Genes Dev.16: 1102-15
Panjkovich A & Svergun DI (2016) Deciphering conformational transitions of proteins by small angle X-ray scattering and normal mode analysis. Phys. Chem. Chem. Phys. 18: 5707-19
Petoukhov MV, Franke D, Shkumatov AV, Tria G, Kikhney AG, Gajda M, Gorba C, Mertens HDT, Konarev PV & Svergun DI (2012) New developments in the ATSAS program package for small- angle scattering data analysis. J. Appl. Cryst. 45: 342-50
Petoukhov MV & Svergun DI (2005) Global rigid body modelling of macromolecular complexes against small-angle scattering data. Biophys. J. 89: 1237-50
Poirel L, Naas T & Nordmann P (2010) Diversity, epidemiology, and genetics of class D beta- lactamases. Antimicrob.Agents chemother. 54: 24-38
Poole K (2005) Aminoglycoside resistance in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob. Agents Chemother. 49: 479-487
Poole (2011) Pseudomonas aeruginosa: resistance to the max. Front. Microbiol. 2: 65
Purusharth RI, Klein F, Sulthana S, Jäger S, Jagannadham MV, Evguenieva-Hackenberg E, Ray MK & Klug G (2005) Exoribonuclease R interacts with endoribonuclease E and an RNA helicase in the psychrotropic bacterium Pseudomonas syringae Lz4W. J. Biol. Chem. 280: 14572-8
Putnam CD, Hammel M, Hura GL & Tainer JA (2007) X-ray solution scattering (SAXS) combined with crystallography and computation: defining accurate macromolecular structures, conformations and assemblies in solution. Q. Rev. Biophys. 40: 191-285
Putnam CD, Shroyer JN, Lundquist AJ, Mol CD, Arvai AS, Mosbaugh DW & Tainer JA (1999) Protein mimicry of DNA from crystal structures of the uracil-DNA glycosylase inhibitor protein and its complex with Escherichia coli uracil-DNA glycosylase. J. Mol. Biol. 287: 331-46
Putnam CD & Tainer JA (2005) Protein mimicry of DNA and pathway regulation. DNA repair 4: 1410-20
Rasamiravaka T, Labtani Q, Duez P & El Jaziri M (2015) The formation of biofilms by Pseudomonas aeruginosa: a review of the natural and synthetic compounds interfering with control mechanisms. Biomed. Res. Int. 2015
Rice LB (2008) Federal funding for the study of antimicrobial resistance in nosocomical pathogens: no ESKAPE. J. infect. Dis. 197: 1079-81
Rodrigue A, Quentin Y, Ladzunski A, Mejean V & Foglino M (2000) Two-component systems in Pseudomonas aeruginosa: why so many? Trends. Microbiol., 8: 498-504
Reimmann C, Beyeler M, Latifi A, Winteler H, Foglino M, Lasdunski A & Haas D (1997) The global activator Gac A of pseudomonas aeruginosa PAO positively controls the production of the autoninducer N-butyryl-homoserine lactone and the formation of the virulence factors pyocyanin, cyanide, and lipase. Mol. Microbiol. 425: 309-19
Roberts V, Thompson EE, Pique ME, Perez MS & Ten Eyck LF (2013) DOT2: Macromolecular docking with improved biophysical models. J. Comput. Chem. 34:1743-58
Rose T, Verbeken G, De Vos D, Merabishvili M, Vaneechoutte M, Lavigne R, Jennes S, Zizi M, Pirnay J-P (2014) Experimental phage therapy of burn wound infection: difficult first steps. Int. J. Burns Trauma 4: 66-73
Roucourt B & Lavigne R (2009) The role of interactions between phage and bacterial proteins within the infected cell: a diverse and puzzling interactome. Environ. Microbiol. 11: 2789-805
Sadikot RT, Blackwell TS, Christman JW & Princa AS (2005) Pathogen-host interactions in Pseudomonas aeruginosa pneumonia. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 171: 1209-1223
Schaible B, Taylor CT, Schaffer K (2012) Hypoxia increases antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa through altering the composition of multidrug efflux pumps. Antimicrob. Agents. Chemother. 56: 2114–2118
Schneidman-Duhovny D, Hammel M, Tainer JA & Sali A (2013) Accurate SAXS profile computation and its assessment by contrast variation experiments. Biophys. J. 105: 962-74
Schuck A, Diwa A & Belasco JG (2009) RNase E autoregulates its synthesis in Escherichia coli by binding directly to a stem-loop in the rne 5’ untranslated region. Mol. Microbiol. 72: 470-8
Schuck P (2000) Size-distribution analysis of macromolecules by sedimentation velocity ultracentrifugation and Lamm equation modeling. Biophys. J. 78: 1606-19
Schultz MJ, Speelman P, Zaat SA, Hack CE, van Deventer SJ & van der Poll T (2000) The effect of Pseudomonas exotoxin A on cytokine production in whole blood exposed to Pseudomonas aeruginosa. FEMS immunol. Med. Microbiol. 29: 227-32
Schuster M & Greenberg EP (2006) A network of networks: quorum-sensing gene regulation in Pseudomonas aeruginosa. Int J. Med. Microbiol. 296: 73-81
Schweizer HP (2003) Efflux as a mechanism of resistance to antimicrobials in Pseudomonas aeruginosa and related bacteria: unanswered questions. Genet. Mol. Res. 2: 48-62
Shen J, Meldrum A & poole K (2002) FpvA receptor involvement in pyoverdine biosynthesis in Pseudomonas aeruginosa. J. bacterial. 184: 3268-3275
Silby MW, Winstanley C, Godfrey SAC, Levy SB & Jackson RW (2011) Pseudomonas genomes: diverse and adaptable. FEMS microbial. Rev. 35: 652-80
Smith EE, Buckley DG, Wu Z, Saenphimmachak C, Hoffman LR, D’argenio DA, Miller SI, Ramsey BW, Speert DP, Moskowitz SM, Burns JL, Kaul R & olson M V (2006) Genetic adaptation by Pseudomonas aeruginosa to the airways of cystic fibrosis patients. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103: 8487-92
Stevens AM, Schuster M & Rumbaugh KP (2012) Working together for the common good: cell‑cell communication in bacteria. J. bacterial. 194: 2131-2141.
Stock AM, Robinson VL & Goudreau PN (2000) Two-component signal transduction. Annu. Rev. Biochem. 69: 183-215
Stover CK, Pham XQ, Erwin a L, Mizoguchi SD, Warrener P, hickey MJ, Brinkman FS, Hufnagle WO, Kowalik DJ, Lagrou M, Garber RL, Goltry L, Tolentino E, Westbrock-Wadman S, Yuan Y, Brody LL, Coulter SN, Folger KR, Kas a, Larbig K, et al. (2000) Complete genome sequence of Pseudomonas aeruginosa PAO1, an opportunistic pathogen. Nature 406: 959-64
Svergun DI (1992) Determination of the regularization parameter in indirect-transform methods using perceptual criteria. J. Appl. Crystallogr. 25: 495-503
Svergun DI (1999) Restoring low resolution structure of biological macromolecules from solution scattering using simulated annealing. Biophys J. 2879-86
Svergun DI, Barberato C & Koch MHJ (1995) CRYSOL - a Program to Evaluate X-ray Solution Scattering of Biological Macromolecules from Atomic Coordinates J. Appl. Cryst. 28: 768-73
Svergun DI, Petoukhov MV & Koch MHJ (2001) Determination of domain structure of proteins from X-ray solution scattering. Biophys. J., 80: 2946-53
Symmons MF, Williams MG, Luisi BF, Jones GH & Carpousis AJ (2002) Running rings around RNA: a superfamily of phosphate-dependant RNases. Trends Biochem. Sci. 27: 11-18
Taghbalout A & Rothfield L (2007) RNaseE and the other constituents of the RNA degradosome are components of the bacterial cytoskeleton. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 104: 1667-1672
Taghbalout A & Rothfield L (2008) RNaseE and RNA helicase B play central roles in the cytoskeletal organization of the RNA degradosome. Journ. Biol. Chem.283: 13850-55
Tanaka G, Shigeta M, Komatsuzawa H, Sugai M, Suginaka H & Usui T (1999) Effect of the growth rate of Pseudomonas aeruginosa biofilms on the susceptibility to antimicrobial agents: beta- lactams and fluoroquinolones. Chemotherapy 45: 28-36
Thomas JA, Weintraub ST, Wu W, Winkler DC, Cheng N, Steven AC & Black LW (2012) Extensive proteolysis of head and inner body proteins by a morphogenetic protease in the giant Pseudomonas aeruginosa phage phiKZ. Mol. Microbiol. 84: 324-39
Toder DS, Ferrell SJ, Nezezon JL, Rust L & Iglewski BH (1994) LasA and LasB genes of Pseudomonas aeruginosa: analysis of transcription and gene product activity. Infect Immun. 62: 1320-7.
Tsai Y-C, Du D, DomÍnguez-Malfavón L, Dimastrogiovanni D, Cross J, Callaghan AJ, GarcÍa-Mena J & Luisi BF (2012) Recognition of the 70S ribosome and polysome by the RNA degradosome in Eschrichia coli. Nucleic Acids Res. 40: 10417-31
Ueno H & Yonesaki T (2001) Recognition and specific degradation of bacteriophage T4 mRNAs. Genetics 158: 7-17
Ueno H & Yonesaki T (2004) Phage-induced change in the stability of mRNAs. Virology 329: 134‑41
Van den Bossche A (2015) Identification and characterization of interactions between bacteriophage proteins and protein complexes of Pseudomonas aeruginosa. PhD thesis
Vanzo NF, Li YS, Py B, Blum E, Higgins CF, Raynal LC, Krisch HM & Carpousis AJ (1998) Ribonuclease E Organizes the protein interactions in the Escherichia coli RNA degradosome. Genes Dev. 12: 2770-81
Vogel J & Luisi BF (2011) Hfq and its constellation of RNA. Nat. Rev. Microbiol. 9: 578-89
Volkov VV and Svergun DI (2003) Uniqueness of ab-initio shape determination in small-angle scattering. J. Appl. Cryst. 36: 860-864.
Wagner EGH (2009) Kill the messenger: bacterial antisense RNA promotes mRNA decay. Nat. Struct. Mol. Biol. 16: 804-6
Walhout AJ, Vidal M (2001) Protein interaction maps for model organisms. Nat. Rev. Mol.Cell Biol. 2: 55-62
Walkinshaw MD, Taylor P, Sturrock SS, Atanasiu C, Berge T, Henderson RM, Edwardson JM & Dryden DTF (2002) Structure of Ocr from Bacteriophage T7, a protein that mimics B-form DNA. Mol Cell. 9: 187-94
Walsh CT, Wencewicz TA (2013) Prospects for new antibiotics: a molecule-centered perspective. J. Antibiot. 67: 7-22
Walters MC, Roe F, Bugnicourt A, Franklin MJ & Stewart PS (2003) Contributions of antibiotic penetration, oxygen limitation, and low metabolic activity to tolerance of Pseudomonas aeruginosa biofilms to ciprofloxacin and tobramycin. Antimicrob. Agents Chemother. 47: 317‑323
Watanabe Y & Inoko Y (2009) Size-exclusion chromatography combined with small-angle X-ray scattering optics. J. Chrom. A 44: 7461-65
Watanabe Y & Inoko Y (2011) Further application of size-exclusion chromatography combined with small-angle X-ray scattering optics for characterization of biological macromolecules. Anal. Bioanal. Chem. 399: 1449-53
Westritschnig K, Hochreiter R, Wallner G, Firbas C, Schwameis M & Jilma B (2013) A randomized, placebo controlled phase I study assessing the safety and immunogenicity of a Pseudomonas aeruginosa hybrid outer membrane protein OprF/I vaccine (IC43) in healthy volunteers. Hum. Vaccin. Immunother. 10: 170-183
Williams P & Camara M (2009) Quorum sensing and environmental adaptation in Pseudomonas aeruginosa: a tale of regulatory networdks and multifunctional signal molecules. Curr. Opin. Microbiol. 12: 182-191.
Williams BJ, Dehnbostel J & Blackwell TS (2010) Pseudomonas aeruginosa: host defence in lung diseases. Respirology 15: 1037-56
Winsor GL, Lam DK, Fleming L, Lo R, Whiteside MD, Yu NY, Hancock RE & Brinkman FS (2011) Pseudomonas genome database: improved comparative analysis and population genomics capability for pseudomonas genomes. Nucleic Acids Res. 39: D596-D600.
Wodak S, Vlasblom J, Turinsky A & Pu S (2013) Protein-protein interaction networks: puzzling riches. Struct. Biol. 23: 941-53
Yali G, Jing C, Chunjiang L, Cheng Z, Xiaoqiang L and Peng Y (2014) Comparison of pathogens and antibiotic resistance of burn patients in the burn ICU or in the common burn ward. Burns 40: 402-407
Yoshida K, Nakayama K, Kuru N, Kobayashi S, Ohtsuka M, Takemura M, Hoshino K, Kanda H, Zhang JZ, Lee VJ & Watkins WJ.(2006) MexAB-OprM specific efflux pump inhibitors in Pseudomonas aeruginosa. Part 5: Carbon-substituted analogues at the C2-position. Bioorg. Med. Chem. 14: 1993-2004
Zhang L & Mah TF (2008) Involvement of a novel efflux system in biofilm-specific resistance to antibiotics. J. Bacteriol. 190: 4447-52
Zhang M, Su s, Bhatnagar RK, Hassett DJ & Lu LJ (2012) Prediction and analysis of the protein interactome in Pseudomonas aeruginosa to enable network based drug-target selection. PLoS One 7: e41202
